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原生动物学研究室高珊教授团队与南加州大学刘一凡副教授团队在Genome Research发表关于DNA N6-腺嘌呤甲基化半保留遗传方式的新成果

       DNA N6-腺嘌呤甲基化(6mA)是原核生物中一种广泛存在的DNA修饰,近年来在真核生物中也陆续被鉴定和发现,并成为表观遗传学领域的研究热点。在人、小鼠、线虫、拟南芥及单细胞的四膜虫、衣藻和早期分化的真菌中,调控6mA的甲基化酶或去甲基化酶已被系统鉴定和研究[1-7],但有关6mA在真核生物中的功能和调控机理的探索才刚刚起步。

    原生动物学研究室高珊教授团队主要以单细胞真核模式生物四膜虫为研究材料,解析了6mA的分布模式、甲基转移酶及其在细胞生长发育中的功能和调控通路。相关研究分别于20172019年两次发表在国际著名学术期刊Nucleic Acids Research上。然而,6mADNA复制时期的遗传机制尚不可知,影响了对其调控机制和生物学意义的解读。

    为了进一步研究真核生物6mA是否可以进行稳定的遗传,该团队与南加州大学刘一凡副教授合作,首次从单分子的层面证实了真核生物6mA的遗传方式(半保留遗传),并发现了课题组之前报道的6mA甲基化酶AMT1是参与此过程的维持性甲基化酶。研究成果以“Semiconservative transmission of DNA N6-adenine methylation in a unicellular eukaryote”为题,发表在著名学术期刊Genome Research上。

    该工作利用单分子实时环状一致测序技术(SMRT CCS)(图1A),鉴别出了基因组中不同甲基化状态的6mA位点(全甲基化Full、半甲基化Hemi、未甲基化Un)(图1B)。研究发现,野生型细胞中6mA主要以全甲基化状态分布在互补的ApT双核苷酸序列上(图1B),半甲基化6mA位点在同步化细胞的DNA复制期(S期)明显增多。进一步通过BrdUS期新合成的子链进行标记,发现半甲基化6mABrdU呈明显的互斥性分布,表明6mA存在于复制后的亲本链上(图1C-D)。上述结果表明6mA以经典的半保留方式进行遗传。

    研究还发现,在6mA甲基化酶AMT1敲除株系中,全甲基化几乎消失而半甲基化6mA的比例则大幅度升高,表明AMT1对半甲基化到全甲基化的转变至关重要(图1B)。体外酶活实验同时表明,AMT1复合物主要靶向ApT二核苷酸序列,且偏好性地将半甲基化催化为全甲基化,进一步支持了AMT16mA的维持性甲基化酶(图1E-F)。

1. 6mA以半保留的方式进行遗传。(ASMRT-CCS测序原理示意图。(BAMT1敲除后全甲基化(Full)位点消失。(C)半甲基化的6mAHemi-6mA)位点与BrdU标记的新生链互补分布,表明Hemi-6mA分布在母本链上。(D)半甲基化的6mAHemi-6mA)位点与BrdU标记的新生链互补分布代表性位点示意图。(EAMT1倾向于将位点催化成全甲基化状态。(F)体外酶活实验显示AMT1对半甲基化底物有明显的偏好性。(G6mA半保留遗传的模式图。

 

    该工作揭示了真核生物6mA以半保留方式进行遗传的机制(图1G),并发现了该课题组之前报道的6mA甲基化酶AMT1是参与此过程的维持性甲基化酶。这项研究不仅解析了依赖于AMT1的维持甲基化和独立于AMT1的从头甲基化过程,还揭示了一条与5-甲基胞嘧啶(5mC)在CpG二核苷酸上传递相似的6mA传递路径。对6mA遗传机制的解析和6mA甲基化酶在该过程中的调控机制的研究,为确认真核生物6mA是一种真正的表观遗传标记提供了关键证据(图2)。

2.真核生物两种DNA甲基化(6mA vs. 5mC)调控通路比较。

 

该研究由南加州大学刘一凡课题组与中国海洋大学海洋生物多样性与进化研究所高珊课题组共同完成。高珊课题组博士毕业生盛亚岚和副教授王媛媛、刘一凡课题组博士后杨文涛为该文章的共同第一作者。高珊教授和南加州大学的刘一凡副教授为文章的通讯作者。加州大学河滨分校宋吉奎教授和博士后陆久维,南加州大学窦亚丽教授、李春教授和博士后王雪晴,高珊课题组博士毕业生潘博、博士生南北、博士后刘永强和博士生叶飞对本文亦有重要贡献。

 

原文链接:

http://www.genome.org/cgi/doi/10.1101/gr.277843.123

 

 

参考文献

[1]  Fu Y, Luo GZ, Chen K, Deng X, Yu M, Han D, Hao Z, Liu J, Lu X, Doré LC. N6-methyldeoxyadenosine marks active transcription start sites in Chlamydomonas. Cell. 2015, 161(4):879-92.

[2]  Greer EL, Blanco MA, Gu L, Sendinc E, Liu J, Aristizábal-Corrales D, Hsu CH, Aravind L, He C, Shi Y. DNA methylation on N6-adenine in C. elegans. Cell. 2015, 161(4):868-78.

[3]  Zhang G, Huang H, Liu D, Cheng Y, Liu X, Zhang W, Yin R, Zhang D, Zhang P, Liu J. N6-methyladenine DNA modification in Drosophila. Cell. 2015, 161(4):893-906.

[4]  Mondo SJ, Dannebaum RO, Kuo RC, Louie KB, Bewick AJ, LaButti K, Haridas S, Kuo A, Salamov A, Ahrendt SR. Widespread adenine N6-methylation of active genes in fungi. Nat Genet. 2017, 49(6):964-8.

[5]  Seidl MF. Adenine N6-methylation in diverse fungi. Nat Genet. 2017, 49(6):823-4.

[6]  Wang Y, Chen X, Sheng Y, Liu Y, Gao S. N6-adenine DNA methylation is associated with the linker DNA of H2A.Z-containing well-positioned nucleosomes in Pol II-transcribed genes in Tetrahymena. Nucleic Acids Res. 2017, 45:11594-606.

[7]  Wang Y, Sheng Y, Liu Y, Zhang W, Cheng T, Duan L, Pan B, Qiao Y, Liu Y, Gao S. A distinct class of eukaryotic MT-A70 methyltransferases maintain symmetric DNA N6-adenine methylation at the ApT dinucleotides as an epigenetic mark associated with transcription. Nucleic Acids Res. 2019, 47(22):11771-89.

 



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